Precyzyjna diagnostyka świeżych zakażeń wirusem cytomegalii (ang. cytomegalovirus, CMV) ma szczególne znaczenie u biorców przeszczepów oraz pacjentek w ciąży. Diagnostyka serologiczna (wykrywanie przeciwciał) przy podejrzeniu zakażenia CMV często stanowi dla lekarza wyzwanie. Rozbieżności w wynikach badań, spowodowane brakiem standaryzacji antygenów stosowanych w testach, nie ułatwiają oceny stanu zdrowia pacjenta. Z pomocą przychodzą nowe technologie wykorzystywane w diagnostyce laboratoryjnej. Testy do diagnostyki zakażeń CMV oparte na pojedynczych specyficznych antygenach, takich jak białko p52, zwiększają wiarygodność badania i ułatwiają interpretację wyniku.

Cytomegalowirus

Patogenny dla człowieka wirus cytomegalii należy do rodziny wirusów Herpes. Jest on szeroko rozpowszechniony w populacji ludzkiej. Szacuje się, że około 40–80% osób jest seropozytywnych [1, 2]. Poziom seroprewalencji zależy od wieku, pochodzenia i statusu socjoekonomicznego.

U osoby chorej wirus może być obecny w ślinie, łzach, moczu, nasieniu, wydzielinie z pochwy, w krwi oraz mleku kobiecym. Do zakażenia dochodzi w wyniku bezpośredniego kontaktu z materiałem biologicznym chorego, poprzez kontakty seksualne oraz transmisję wirusa przez łożysko do płodu. Po wniknięciu do organizmu wirus rozprzestrzenia się za pośrednictwem krwioobiegu. Po infekcji pierwotnej (występującej po raz pierwszy w życiu) wirus przechodzi w stan latencji (uśpienia). Po upływie kilku miesięcy, a nawet lat, CMV może ulec reaktywacji, na skutek czego rozwija się zakażenie wtórne (nawrotowe).

Przebieg zakażenia CMV

Przebieg zakażenia zależy przede wszystkim od statusu immunologicznego pacjenta. U osób immunokompetentnych zakażenie przebiega zwykle łagodnie lub bezobjawowo, czasami w postaci zespołu mononukleozopodobnego. Rzadko obserwuje się powikłania, zwykle infekcja ulega samoistnemu wyleczeniu. Do pierwotnego zakażenia dochodzi zazwyczaj we wczesnym dzieciństwie.

Natomiast u pacjentów z obniżoną odpornością (m.in. biorców przeszczepów, pacjentów poddawanych hemodializie czy terapii immunosupresyjnej, osób z chorobą nowotworową oraz zakażonych HIV) CMV jest odpowiedzialny za ciężkie i często zagrażające życiu zakażenia, wpływając niekorzystnie na czynność przeszczepionego narządu i przeżywalność pacjentów [3].

Cytomegalia jest również szczególnie niebezpieczna dla kobiet w ciąży, gdyż może powodować wady rozwojowe płodu, a nawet doprowadzić do poronienia. Do zakażenia wewnątrzmacicznego może dojść zarówno w trakcie pierwotnej, jak i wtórnej infekcji u ciężarnej. Ryzyko związane z transmisją zakażenia wynosi 30–40% w przypadku infekcji pierwotnej i wiąże się z wadami u płodu w 25% przypadków. Przy infekcji wtórnej ryzyko transmisji wynosi jedynie 1% [4, 5]. Najgroźniejsze dla rozwoju dziecka są zakażenia na początku ciąży. CMV jest główną przyczyną niedosłuchu o podłożu niegenetycznym oraz ważnym czynnikiem uszkodzenia ośrodkowego układu nerwowego [4]. Wewnątrzmaciczne infekcje pierwotne CMV ustępują tylko zespołowi Downa jako znanej przyczynie upośledzenia umysłowego [6].

Diagnostyka zakażeń CMV

Diagnostykę infekcji CMV dzielimy na bezpośrednią oraz pośrednią. Metody bezpośrednie, polegające na detekcji wirusa w płynach ustrojowych lub w bioptatach tkanek, obejmują:

• hodowlę wirusa (obecnie możliwe są szybkie hodowle komórkowe: metoda przyspieszonej inkubacji wirusa za pomocą wirowania – shell vial)
• wykrywanie DNA wirusowego (zalecane są metody ilościowe, np. RT-PCR)
• detekcję antygenów wirusa (m.in. wykrywanie antygenu pp65 w leukocytach) [7]

Do metod pośrednich należą badania serologiczne, czyli badania w kierunku obecności swoistych przeciwciał przeciwko antygenom CMV. Testy wykonuje się w dwóch klasach przeciwciał: IgM i IgG (niekiedy z awidnością), co pozwala ocenić, czy jest to obecnie trwające, czy przebyte zakażenie, lub ustalić, że nigdy nie doszło do kontaktu z tym patogenem [8]. Zaletą badań serologicznych jest możliwość zautomatyzowania w celu rutynowego stosowania.

Obecność swoistych przeciwciał w klasie IgM zazwyczaj wskazuje na świeże zakażenie wirusem. Nie można jednak wykluczyć sytuacji, w której przeciwciała obecne w klasie IgM są przetrwałe. W takim przypadku nie są one markerem świeżego zakażenia, lecz skutkiem przebytej infekcji. Przeciwciała w klasie IgM mogą być również produkowane podczas reaktywacji wirusa. W diagnostyce świeżych zakażeń najczęściej stosuje się testy typu ELISA.

Obecność swoistych przeciwciał klasy IgG (przy braku obecności IgM) wskazuje na przebyte w przeszłości zakażenie wirusem. Jednakże czujność powinno wzbudzić bardzo wysokie miano przeciwciał w klasie IgG lub jego znaczący wzrost pomiędzy dwoma badaniami, wykonywanymi w odstępstwie min. 2 tygodni, co może świadczyć o aktywnym zakażeniu. W celu oceny stężenia przeciwciał IgG niezbędne zatem będzie wykonanie ilościowego testu ELISA. W przypadku wątpliwości dotyczących znaczenia klinicznego zidentyfikowanych przeciwciał w klasie IgG pomocne jest również wykonanie badania w kierunku ich awidności i zastosowanie innych metod analitycznych (np. RT-PCR).

Wybór metody

U pacjentów immunokompetentnych stosuje się zwykle diagnostykę serologiczną. Badania bezpośrednie nie są rutynowo stosowane w diagnostyce zakażeń CMV u pacjentów z prawidłową odpornością. Badanie serologiczne na obecność przeciwciał w klasie IgG lub IgM u pacjentów w immunosupresji definiuje ryzyko rozwoju infekcji CMV, natomiast nie ma znaczenia dla potwierdzenia zakażenia. U takich pacjentów należy wykonywać testy oparte na metodach bezpośrednich [8].

Testy do diagnostyki zakażeń CMV

Znanych jest ponad 200 białek CMV, jednakże tylko część z nich została rozpoznana jako antygeny, z którymi reagują krążące w przebiegu infekcji we krwi pacjenta przeciwciała.

W obecnych na rynku badaniach serologicznych powszechnie stosuje się testy oparte na pełnych lizatach wirusowych [9]. Powyższe podejście ma jednak ograniczenia: lizaty składają się z wielu wirusowych antygenów, których dokładny skład jest trudny do standaryzacji. Przygotowanie lizatów wymaga hodowli CMV w fibroblastach, co powoduje potencjalne zanieczyszczenie białkami komórkowymi. Dodatkowym problemem jest wysoka reaktywność krzyżowa w testach opartych na pełnych lizatach, m.in. ze względu na homologię strukturalną wielu białek wirusów z rodziny Herpes [10].

Sposobem na rozwiązanie tych problemów jest badanie przeciwciał skierowanych przeciwko wybranym, dobrze scharakteryzowanym antygenom wirusowym. Obiecującymi narzędziami w diagnostyce serologicznej infekcji CMV są testy oparte na pojedynczych wysokooczyszczonych białkach wirusowych lub ich składowych, które otrzymuje się metodami biologii molekularnej [9]. Stworzenie wystandaryzowanych narzędzi serologicznych wymagało precyzyjnego scharakteryzowania antygenów CMV oraz ich epitopów, które są rozpoznawane przez ludzkie przeciwciała w klasie IgM i IgG w różnych stadiach zakażenia. W celu osiągnięcia najwyższej czułości i swoistości testu należy stosować antygeny specyficzne i immunodominujące. Białka CMV rozpoznawane przez przeciwciała pacjentów seropozytywnych to m.in. białko tegumentu p150 (pp150, UL32), białko niestrukturalne p52 (pp52, UL44), białko szkieletowe p28 (pp28, UL99) oraz wirusowe glikoproteiny gB (UL55) lub gH (UL75) [11].

Nowość! Test anty-CMV p52 ELISA (IgM)

Zastosowanie testów opartych na antygenie p52 CMV umożliwia precyzyjną diagnostykę świeżych infekcji. Białko p52 to niestrukturalne białko CMV wiążące DNA o masie cząsteczkowej 52 kDa [12, 13, 14]. Antygen p52 jest jednym z najwcześniej rozpoznawanych antygenów CMV przez przeciwciała, zarówno w klasie IgM, jak i IgG [11].

Test EUROIMMUN anty-CMV p52 ELISA (IgM) oparty jest na rekombinowanym antygenie p52, który jest wysoce swoistym, immunodominującym antygenem dla przeciwciał w klasie IgM w ostrych zakażeniach cytomegalowirusem. Test anty-CMV p52 ELISA (IgM) wykazuje wyższą swoistość niż systemy testowe oparte na pełnym lizacie wirusowym dzięki użyciu specyficznego antygenu p52 i zredukowaniu liczby nieswoistych/reagujących krzyżowo antygenów. Przeciwciała klasy IgM przeciwko p52 są wykrywalne około 2–3 tygodni po zakażeniu [11], a ich miano szybko spada w ciągu 2–3 miesięcy od momentu zakażenia [15]. Wykazano, że przeciwciała w klasie IgM przeciwko białku CMV p52 są wykrywalne zarówno w pierwotnych infekcjach, jak i w przypadku reaktywacji wirusa [16]. Istnieją jednak dowody, że miana przeciwciał anty-p52 w klasie IgM są niższe w przypadku reaktywacji w porównaniu z infekcjami pierwotnymi [17]. Zastosowanie testu anty-CMV p52 ELISA (IgM) umożliwia zatem specyficzną diagnostykę świeżych zakażeń CMV.

Test EUROIMMUN anty-CMV p52 ELISA (IgM) jest jedynym dostępnym na rynku testem ELISA opartym na antygenie p52 CMV. Białko to jest wysoce swoistym docelowym antygenem indukującym odpowiedź immunologiczną, w której pośredniczą m.in. przeciwciała w klasie IgM. W porównaniu z innymi testami do diagnostyki infekcji CMV, które są oparte na pełnym lizacie wirusowym, test ELISA anty-p52 CMV (IgM) wykazuje zwiększoną swoistość w wykrywaniu specyficznych przeciwciał anty-CMV klasy IgM. Jego zastosowanie może przyczynić się do zwiększenia trafności diagnostycznej świeżych zakażeń CMV.

Piśmiennictwo

1. comres.co.uk.
2. E. Mendelson et al., Laboratory assessment and diagnosis of congenital viral infections: Rubella, cytomegalovirus (CMV), varicella-zoster virus (VZV), herpes simplex virus (HSV), parvovirus B19 and human immunodeficiency virus (HIV). Reproductive Toxicology 2006; 21 (4): 350–382.
3. M. Durlik, Zakażenie wirusem cytomegalii u biorców przeszczepów narządowych. Nefrologia i Dializoterapia Polska 2009; 13 (3): 157–163.
4. M. Dunal, A. Trzcińska, J. Siennicka, Wirus cytomegalii – problem zakażeń wrodzonych. Postępy Mikrobiologii 2013; 52 (1): 17–28.
5. P. Sieroszewski, Ł. Bober, W. Kłosiński, Zakażenia podczas ciąży. Perinatologia, Neonatologia i Ginekologia 2012; 5 (2): 65–84.
6. T. Lazzarotto et al., Detection of serum immunoglobulin M to human cytomegalovirus by western blotting correlates better with virological data than detection by conventional enzyme immunoassay. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology 1996; 3 (5): 597–600.
7. M. Durlik, R. Grenda, W.W. Jędrzejczak, Zalecenia Polskiego Towarzystwa Transplantacyjnego, Krajowych Konsultantów w dziedzinie: transplantologii klinicznej, chorób zakaźnych, hematologii, dotyczące postępowania profilaktycznego i leczniczego w zakażeniu wirusem cytomegalii. Nefrologia i Dializoterapia Polska 2007; 11 (3): 89–99.
8. M. Pokorska-Śpiewak et al., Recommendations on the diagnosis and treatment of CMV infections. Polish Society of Epidemiology and Infectious Diseases. Przegląd Epidemiologiczny 2016; 70 (2): 297.
9. M.P. Landini, New approaches and perspectives in cytomegalovirus diagnosis. Progress in Medical Virology. Fortschritte der Medizinischen Virusforschung. Progres en Virologie Medicale 1993; 40: 157–177.
10. B. Severi, M.P. Landini, E. Govoni, Human cytomegalovirus morphogenesis: an ultrastructural study of the late cytoplasmic phases. Archives of Virology 1988; 98: 51–64.
11. A.E. Greijer et al., Molecular fine-specificity analysis of antibody responses to human cytomegalovirus and design of novel synthetic-peptide-based serodiagnostic assays. Journal of Clinical Microbiology 1999; 37 (1): 179–188.
12. M.P. Landini et al., Large scale screening of human sera with cytomegalovirus recombinant antigens. Journal of Clinical Microbiology 1990; 28 (6): 1375–1379.
13. A. Ripalti et al., Prokaryotic expression of a large fragment of the most antigenic cytomegalovirus DNA-binding protein (ppUL44) and its reactivity with human antibodies. Journal of Virological Methods 1994; 46 (1): 39–50.
14. R. Vornhagen et al., Early serodiagnosis of acute human cytomegalovirus infection by enzyme-linked immunosorbent assay using recombinant antigens. Journal of Clinical Microbiology 1994; 32 (4): 981–986.
15. M. Grazia Revello et al., Development and evaluation of a capture ELISA for IgM antibody to the human cytomegalovirus major DNA binding protein. Journal of Virological Methods 1991; 35 (3): 315–329.
16. J. Kaden, U. Ludwig, R. Preyer, Serum IgG, IgM, and IgA Antibody Response against Cytomegalovirus-Specific Proteins in Renal Transplant Recipients during primary and secondary/recurrent Infection as determined by Immunoblotting Technique. Transplantationsmedizin 2005; 17 (2): 61.
17. M.P. Landini et al., Antibody response to recombinant lambda gt11 fusion proteins in cytomegalovirus infection. Journal of Clinical Microbiology 1989; 27 (10): 2324–2327.